Detektion und Identifikation von Mikroplastik-Kontamination in der Umwelt

Heutzutage wird Mikroplastik in Wasser und Sedimenten von Meeren, Flüssen und Seen sowie an und in verschiedensten Organsimen nachgewiesen.

Aber wie kann man einen Mikroplastikpartikel, der nur wenige Mikrometer groß ist aus einer mehrere Kubikmeter großen Wasser- oder Sedimentprobe oder gar einem gesamten Organismus detektieren und eindeutig als Kunststoff identifizieren?

Im Zuge meiner Bachelor- und Masterarbeit an der Universität Bayreuth, Tierökologie I/aquatische Ökologie war ich an der Entwicklung und Etablierung einer Methode zur Detektion und Identifikation von Mikroplastik in zum Verzehr geeigneten Muscheln beteiligt. Zusätzlich habe ich 3 Jahre als studentische Hilfswissenschaftlerin in der Mikroplastik-Forschung gearbeitet. Einige der dabei entwickelten und angewendeten Methoden möchte ich euch hier vorstellen und euch damit einen Überblick der Herangehensweise und aktuellen Methodik dieses Forschungsbereiches zu geben.

Zusammenfassung der notwendigen Schritte um Mikroplastik-Kontamination in Umweltproben zu erforschen

Zuerst muss das Ziel der Forschung definiert werden, z.B. die Untersuchung der räumlichen Verteilung, Häufigkeit, Art, Masse und/oder Größe der Mikroplastikpartikel aus einem bestimmten Wasservolumen. Oder die Erforschung des täglichen Mikroplastik-Eintrags an einem Strand entlang der Hochwasser-, mittleren und Niedrigwasserlinie. Genauso können entweder ganze Organismen oder nur separierte Organe wie der Magen-Darmtrakt, umgebendes Gewebe oder Kiemen untersucht werden. Danach erfolgt, passend zur Forschungsfrage, die Probennahme. Diese Probe muss dann im Labor separiert und/oder aufgereinigt werden, um eine möglichst „saubere“ Probe zu erhalten. „Saubere“ Probe bedeutet in diesem Fall möglichst frei von pflanzlichen, organischen oder auch Sediment Rückständen. Denn diese Rückstände können die nachfolgende Analyse, also die Detektion und Identifikation der potentiellen Mikroplastikpartikel und-Fasern, behindern oder sogar verfälschen. Dazu kommt, dass, je kleiner Mikroplastikpartikel werden, diese zunehmend schwieriger von anderen partikulären Substanzen unterschieden werden können (Abb. 1). Deshalb ist auch eine visuelle und haptische Identifikation von Kunststoffen nur bis zu einer bestimmten minimalen Größe möglich und vor allem verlässlich. Um Mikroplastik-Kontamination eindeutig detektieren, identifizieren und quantifizieren zu können, werden spektroskopische Analyse-Methoden verwendet (Abb.1 und 2).

Abb. 1: Detektierte und identifizierte Mikroplastikfragmente und –Fasern in zum Verzehr geeigneten Muscheln (Daten aus Masterarbeit Lena Löschel, Universität Bayreuth, Tierökologie I). (A) schwarze Polyethylenterephthalat (PET) Faser (B) transparente Polyamid (PA) Faser (C) dünne schwarze Polyacrylnitril (PAN) Faser und g(k?)rauses Polypropylen (PP) Fragment (D) weiße PP Faser (E) transparente PET Faser (F) transparentes PP Fragment. (A) Maßstab 100 µm. (B)-(F) Maßstab 200 µm. Alle weiteren partikulären Substanzen oder Fasern auf den Bildausschnitten (A)-(F) wurden nicht als Kunststoffe identifiziert, auch wenn sie rein optisch so aussehen. Dies zeigt die Wichtigkeit von genauen spektroskopischen Analysen von Umweltproben um eine Mikroplastik-Kontamination eindeutig und verlässliche feststellen zu können.

 

Probennahme

Wasserproben

Wasseroberflächenproben werden mit speziellen Planktonnetzen entnommen, beispielsweise mit einem extra dafür entworfenen Manta-Trawl. Die „Manta-Flügel“ sorgen für den nötigen Auftrieb, damit das Netz während der Probennahme nicht absinkt und die Probennahme konstant in der gleichen Wassertiefe stattfindet. Über einen bestimmten Zeitraum strömt das Oberflächenwasser durch die Öffnung (Größe bekannt!) in das Netz (Maschenweite meist  ̴300 µm) und gleichzeitig wird über ein Strömungsmessgerät innerhalb der Einstromöffnung, die Strömungsstärke des einfließenden Wassers gemessen. Mit all diesen bekannten Faktoren kann dann das genaue beprobte Wasservolumen errechnet werden.

Weitere Methoden zur Gewinnung von Wasseroberflächenproben: Sammelproben mit Flaschen oder Hand-Netzen; Pumpsysteme

Methoden zur Gewinnung von Wasserproben aus der Wassersäule: mehrere, untereinander befestigte Planktonnetze oder auch der „Epibenthosschlitten“ /Dredge der in einem bestimmten Abstand zum Boden (20cm) von einem Boot aus gezogen wird.

Sedimentproben

Sedimentproben können mittels Bohrkernen oder Bodengreifern genommen werden. An Stränden können auch Messpunkte entlang einer geraden Linie – sogenannte Transekte – ausgelegt werden (z.B. entlang der Niedrigwasser, mittleren und Hochwasserlinie), an denen in bestimmten Abständen Quadranten angelegt werden. Innerhalb dieser Quadranten wird in bestimmten zeitlichen Abständen eine bestimmte Sedimentschicht beprobt. Beispielsweise wird an einer 20 m langen Transektlinie alle 2m ein 1qm großer Quadrant täglich nach der Flut eine Woche lang untersucht. Solche Sedimentproben können mit Sieben auch direkt größenfraktioniert werden für eine einfachere weitere Bearbeitung im Labor.

Organismenproben

Solche Proben werden durch Abfischen oder Absammeln von Boot aus, sowie schnorchelnd oder tauchend aus dem direkten Lebensraum gewonnen, aber auch Beifang oder tot angespülte Meeressäuger, etc. werden verwendet. Zum Verzehr geeignete Fisch- und Meeresfrüchte werden häufig direkt von Fischereien, Zuchten oder Aquakulturen geholt oder auch von Märkten, Vertrieben oder Lebensmittelläden gekauft.

Bearbeitung im Labor

Vorbereitungen

Die Kontamination dieser Umwelt-Proben mit Mikroplastik-Fasern und Partikeln aus der Luft, während der weiteren Bearbeitung im Labor, ist ein bekanntes und ernstzunehmendes Problem. Diese Kontamination könnte die Ergebnisse verfälschen, weshalb einige Vorsorgemaßnahmen zu treffen sind: Alle Flüssigkeiten, Lösungen und Enzyme müssen vor Benutzung abgefiltert und danach in Glasflaschen mit Glasdeckeln aufbewahrt werden. Genauso sollten alle Proben möglichst in Gefäßen aus Glas oder Metall gelagert werden, denn schon das Auf- und Zuschrauben von Kunststoffdeckeln kann die Probe mit Mikroplastikpartikeln verunreinigen. Alle Materialen müssen mehrmals mit gefiltertem Alkohol und Wasser vor Benutzung und zwischen den einzelnen Schritten immer wieder gespült werden. Die Proben selbst müssen während der Bearbeitung immer abgedeckt sein. Es sollte möglichst keine Kleidung aus synthetischen Fasern getragen werden, ein darüber zu tragender, aus reiner Baumwolle bestehender  Laborkittel, ist obligat. Zum zusätzlichen Schutz der Proben werden diese oft in Clean-Benches, Laminar Flow Boxen oder unter Abzügen bearbeitet, die durch extra Abzug-und Luftfilter-Systeme die Verunreinigung der Luft verringern. Außerdem muss immer eine Nullprobe (sog. „Blank“) mitgeführt werden,  die nur aus gefiltertem Wasser besteht und bei jedem Schritt der Probenbearbeitung mituntersucht wird. Am Ende werden alle in der Nullprobe detektierten und identifizierten Kunststoffpartikel und -Fasern im Ergebnis der Probenanalysen berücksichtigt.

Sedimentproben

Die häufigste Methode zur Bearbeitung von Sedimentproben ist eine Dichteseparation, die auf dem Dichteunterschied zwischen Sediment- und Kunststoffpartikeln basiert. Die Sedimentprobe wird in eine Lösung gegeben, die eine höhere Dichte als die meisten Kunststoffarten hat, wodurch Partikel mit einer geringeren Dichte aufschwimmen und Partikel mit einer höheren Dichte absinken. Das wird z.B. bei einer Natriumchlorid-Lösung (1.2g cm-3) oder einer Zinkchlorid-Lösung (1.5-1.7g cm-3) erreicht. Als Beispiel für die Dichte von Kunststoffen haben die beiden am meisten produzierten und auch am häufigsten in Umweltproben identifizierten Kunststoffarten, Polyethylen und Polypropylen, eine Dichte von 0.85-0.96g cm-3. Also würden diese Partikel in einer NaCl- sowie ZnCl-Lösung aufschwimmen und die dichteren Sedimentpartikel absinken.

Aufreinigung aller Umweltproben

Es gibt verschiedene Methoden Umweltproben aufzureinigen, beispielsweise mit Hilfe von erhitzten oder auch kochenden Säuren wie HCl oder H2SO4 oder Basen wie NaCl oder KOH. Jedoch ist bekannt, dass diese Säuren und Basen v.a. erhitzt oder kochend schädliche Effekte auf verschiedene Kunststoffarten haben. Zudem kann das Mikroplastik, das man in Umweltproben detektieren und identifizieren möchte, schon in einem „schlechten Zustand“ sein. Durch Einflüsse in der Umwelt wie UV-Strahlung, Temperaturschwankungen, mechanische Belastung, etc. wird der Kunststoff angegriffen und porös. Das verstärkt die schädlichen Effekte der Säure oder Basen, wodurch aus den Umweltproben Mikroplastikpartikel- und Fasern für die Identifikation verloren gehen.

Bei der Verwendung von Enzymen sind jedoch keine schädlichen Effekte auf Kunststoffe bekannt. Die schonende, aber effektive Methode des Enzymverdaus wurde u.a. am Lehrstuhl TÖKI, an der Universität Bayreuth, entwickelt (Löder et al. 2017). Dabei werden die Probe nacheinander mit verschiedenen Enzymen bei jeweiligen Temperatur und pH-Optima bearbeitet. Zwischen jedem Schritt wird die Probe über einen Edelstahlfilter (Porengröße je nach zu untersuchender minimaler Mikroplastikgröße 5µm, 50µm 100µm, etc.) abgefiltert, damit sich die Enzyme nicht gegenseitig hemmen und um das Gesamtvolumen immer wieder zu verringern.

Nach der erfolgreichen Aufreinigung der Proben werden diese auf ein geeignetes Filtermaterial für die nachfolgende spektroskopische Analyse gezogen.

Analyse und Identifikation

Visuelle Identifikation:

Großes Mikroplastik (1-5mm) oder Makroplastik wird häufig nur visuell und haptisch identifiziert. Oft wird auch der sog. Hot-Needle Test eingesetzt: An das zu identifizierende Material wird eine heiße Edelstahl-Nadel gehalten – bei Schmelzen des Materiales kann dieses als Kunststoff identifiziert werden. Es gibt verschiedene Kriterien für die visuelle Identifikation von Kunststoffen (nachzulesen bei Desforges et al. 2014; Hidalgo-Ruz et al. 2012), wie z.B. auffällige Farben, eine glatte und glänzende Oberfläche oder auch glatte, nicht zerfetzte Fasern. Diese Identifikationsmethode kann aber keine genauen Kunststoffarten identifizieren und ist nicht verlässlich.

Micro-FTIR (Fourir Transformations-Infrarotspektroskopie)

Die FT-IR-Spektroskopie bedient sich der strahlungsabsorbierenden Eigenschaft von chemischen Stoffen im Infrarotbereich (4000 – 400 cm-1). Das Grundprinzip beruht darauf, dass aus einer IR-Lichtquelle Strahlung auf die Probe trifft. Diese Strahlung wird bei der Transmission durch die Probe abgeschwächt und die ankommende Reststrahlung wird detektiert und elektronisch in ein Spektrum umgewandelt (Abb. 2). Verschiedene Substanzen haben unterschiedliche Schwingungen. So zeigen z.B. bestimmte funktionelle Gruppen von organischen Molekülen charakteristische Schwingungen, denen Absorptionsbanden in definierten Bereichen des IR-Spektrums zugeordnet werden können. Auch die verschiedenen Kunststoffe absorbieren die Strahlung in bestimmten Wellenlängenbereichen, die genau definiert sind. Durch einen Vergleich mit Referenzspektren aus Datenbanken lassen sich die verschiedensten Kunststoffarten eindeutig identifizieren und quantifizieren.

Weitere angewendete Analysemethoden sind mittels HySpex, Gaschromatographie, Raman-Spektroskopie oder ATR-Infrarotspektroskopie.

Abb. 2: Darstellung der Funktionsweise einer micro-FT-IR Messung und der dabei entstehenden Spektren. Die schwarzen Spektren stellen das jeweilige Referenzspektrum dar und die roten Spektren das jeweilige gemessene Probenspektrum (Daten aus Masterarbeit Lena Löschel, Universität Bayreuth, Tierökologie I). Dabei wurden die Kunststoffe der Art Polypropylen (PP), Polyethylen (PE), Polyethylenterephthalat (PET) und Polystyrol(PS) identifiziert.

Hier geht es zu einem weiteren Beitrag von Lena Löschel.

                                                                                                                                                                                           

Literatur für weiterführende Informationen

Desforges, J.P.W. et al., 2014. Widespread distribution of microplastics in subsurface seawater in the NE Pacific Ocean. Marine Pollution Bulletin, 79(1–2), pp.94–99. Available at: http://dx.doi.org/10.1016/j.marpolbul.2013.12.035.

Hidalgo-Ruz, V. et al., 2012. Microplastics in the Marine Environment: A Review of the Methods Used for Identification and Quantification. , 46(6), pp.3060–3075.

Löder, M.G.J. et al., 2017. Enzymatic purification of microplastics in environmental samples. Environmental Science & Technology, 51(24), pp.14283–14292. Available at: http://pubs.acs.org/doi/10.1021/acs.est.7b03055.

 

Bericht: Lena Löschel
Redaktion: Dr. Walter Buchinger